2020年4月17日早晨，“STAT”网站发布了一篇新闻报道，该报道指出科学家正在测试将CRISPR技术应用于新冠肺炎的快速检测。
作为近几年大热的一个全新的基因编辑技术，CRISPR与中国也颇有渊源。拥有“CRISPR之父”之称的著名科学家张锋是出生于中国河北石家庄的华裔科学家，更是当今最受关注的华裔生物学家之一。这位青年才俊出生于1982年，1993年随父母移民美国爱荷华州得梅因市。2009年，张锋获得斯坦福大学化学及生物工程博士学位。2017年，他晋升为美国麻省理工学院理学院终身教授，同年8月15日，荣膺阿尔伯尼生物医学奖，值得一提的是，他是该奖项设立以来第二位获得此奖项的华人学者。2018年4月，张锋获得美国人文与科学学院院士称号。说起张锋和CRISPR技术的故事，最早可以追溯到2016年。2016年1月，国际基因测序先驱Eric Lander在国际学术期刊《Cell》发表综述文章，就此将张锋的名字和CRISPR技术紧紧联系到了一起，综述中评论：“张锋的研究成果为CRISPR技术带来了暴风骤雨般的改变”。
在美国，谁先获得专利谁就有出奇制胜的“法宝”，张锋对于CRISPR技术的进一步发展和应用，以速度和质量抢占先机，这一专利也使他成为了诺奖的热门候选人。
认识了CRISPR之父，让我们来看看CRISPR技术到底是什么“神仙”技术吧！
CRISPR技术是一种高效、快速、简便、廉价的细胞敲除基因技术，这一技术起源于原核生物免疫系统（最初用于抵抗外源遗传物质的入侵）。CRISPR技术是迄今为止为数不多的可用于靶向基因组编辑的三项技术之一，另外两项技术是ZFN（锌指核酸酶）和TALEN（转录激活因子样效应核酸酶)。在张锋将CRISPR技术进一步发展为CRISPR-Cas9技术之后，CRISPR技术就具有了独特的优势，它几乎可以在任何生物体和细胞类型中进行双链断裂，使靶向基因组的编辑技术简化、高效化，从而促进了基因组编辑技术的成熟。此外，CRISPR-Cas9在基因敲除、内源性基因表达调控、染色体位点活细胞标记、单链RNA编辑和高通量基因筛选等方面得到了有效的应用。CRISPR-Cas9技术的实施让可用于研究基因功能的实验模型的数量大大提升，从而使基于CRISPR技术的疾病造模顺利推进。
实质上，CRISPR-Cas9是在CRISPR技术之上的修改，这一修改使其成为一个通用的、适应性强、并针对特定基因组的编辑工具。这个改良版的CRISPR技术利用gRNA引导的Cas蛋白来切割目标DNA序列，这使得CRISPR-Cas9凭借着成本低廉，操作方便，效率高等优点而风靡全球的实验室，成为了生物科研的有力帮手。如前文所述，CRISPR技术是生物科研的有利帮手，在诸多领域都有涉猎。现如今，无论是在疾病发展、预防还是临床上，基因编辑都已成为一种可行手段。
生物体内存在一种内在机制来修复引入到其遗传物质中的损伤。其中一些基因损伤［如DNA双链断裂(DSBs)］可能是致命的。未修复的DSBs会导致染色体异常和细胞死亡。在哺乳动物细胞中，几种DSBs修复机制已经进化到可以应对这些致命的DNA损伤。两种DSBs修复途径被广泛认为是哺乳动物细胞中的关键DNA修复机制:非同源末端连接(NHEJ)和同源定向修复(HDR)。越来越多的实验证明，微同源介导的末端连接(MMEJ)和单链退火(SSA)是哺乳动物细胞常用的两种DNA修复机制。
与ZFN和TALEN不同的是，CRISPR基因编辑技术是基于RNA-to-DNA编码进行定位的。基于CRISPR技术的CRISPR-Cas9基因编辑技术克服了以往基因编辑技术的几乎所有缺点。因此，唯一的Cas蛋白［以化脓性链球菌Cas9蛋白(SpCas9)应用最广泛］，几乎可以用于所有细胞和生物体的基因编辑。现在设计和生成一种新的CRISPR靶向点位很简单，只需改变一个小RNA分子（gRNA或sgRNA）中的向导序列即可。在CRISPR-Cas9技术中，gRNA作为一种嵌合RNA(crRNA)与SpCas9相互作用，通过crRNA的向导序列与靶位点之间的碱基对（Watson-Crick）引导Cas9到达靶点。由于引导序列或间隔序列与靶点(原位点)相同，细菌Cas蛋白进化出了一个非常智慧的系统来区分自序列和非自序列，这就是PAM（polyacrylamide）依赖的DNA裂解系统。一旦上述条件被满足，Cas9蛋白的内切酶活性被激活，待修复的DSBs被引入目标位点。这些DSBs被内源性的DNA修复机制修复，导致DNA改变，例如DSBs位点的小缺口被位点修补。这些位点就像是CRISPR技术在DNA上留下的脚印。
在临床科研方面，利用CRISPR基因编辑技术构建动物疾病模型，通过对动物模型进行病理研究，可以更好地了解重大疾病的机理，在药物研发和临床治疗中都扮演着重要角色。CRISPR技术的诞生使动物疾病模型的构建得到了更好的技术支持。有研究者通过CRISPR技术延伸出一种可在小鼠胚胎中实现效率更高的、甚至可以同时敲除多个基因的方法，使得在受精卵中同时引入报告基因、修饰基因等成为可能。除了小鼠外，该技术也同样应用于其他哺乳类动物中，例如，利用以CRISPR-Cas9技术为首的基因编辑技术构建人猪嵌合体等，从而为糖尿病患者提供胰腺移植的来源。其中，PDX1作为胰腺发育中的重要调节基因之一，在促使胰腺发育成熟和保证其功能完整中都占有了重要的地位，为基因敲除提供了更多的可行性选择。该技术还可应用于灵长类动物中的研究，对人类未来医学发展同样有着不可忽视的重大意义。更值得一提的是，笔者曾经在先前的专栏文章中提及抗生素耐药性的问题，CRISPR-Cas9技术在这一方面也有“用武之地”。由于临床抗生素的不规范使用以及病原体的不断进化导致的抗生素耐药性的问题备受关注。细菌种群不断发生突变，以防御现有抗生素的杀伤作用，目前已经进化出了一些超级细菌。更糟糕的是，这类病原体几乎对所有的抗生素都不敏感，往往是致死性院内感染的大面积爆发元凶。针对这一棘手的问题，CRISPR-Cas9技术堪称“希望之光”。在最新的研究中，该技术可通过噬菌体传递针对耐药细菌的基因靶点作为靶向耐药候选体，使耐药细菌对抗生素不再耐药，同时也不会对人体造成伤害。以此类推，针对病毒感染序列的特异性抗病毒药物也在研发中，这类药物研发的靶点将落脚在修饰参与宿主-病毒相互作用的基因之上。此外，在基因治疗方面，CRISPR技术主要用于修复突变基因、敲除致病基因和诱导多功能干细胞等。在一些对基因治疗敏感的疾病：如单基因遗传病、眼科疾病、艾滋病及肿瘤等，可采用CRISPR技术导入正常基因或编辑修复缺陷基因等手段进行疾病的治疗。除此之外，在治疗人类的镰刀形贫血症方面，可以将病人的皮肤细胞诱导成IPS细胞（诱导多能干细胞），再利用CRISPR-Cas9技术介导同源重组来修复发生突变的血红蛋白基因，再将修复的IPS细胞定向诱导分化为造血干细胞移植到病人体内。Nature等著名杂志曾先后报道使用CRISPR技术在根除HIV病毒、诱导宫颈癌细胞自我凋亡、构建癌症模型等临床科研成果。
先前，加州大学旧金山分校(University of California, San Francisco)的研究人员和猛犸象生物科学公司(Mammoth Biosciences)的科学家们在《自然生物技术》(Nature Biotechnology)杂志上发表了一项研究，提出了一种利用CRISPR技术快速识别鼻、咽拭子样本中冠状病毒的方法。值得一提的是，猛犸象生物科学公司的顾问委员会成员包括了CRISPR的先驱者Jennifer Doudna。新冠病毒核酸检测需要4到6个小时。但这项测试也显示，与现有的冠状病毒检测技术相比，它产生假阴性的可能性略高一些。针对该项进展杜兰大学(Tulane University)的病毒学教授Robert Garry评论道：“现有的冠状病毒检测存在的问题已经引起了临床医生的注意，他们发现有一部分感染了COVID-19的病人核酸检测结果为阴性。”尽管Garry没有参与这项研究。但是，他补充提出：“CRISPR技术在新冠病毒检测方面有潜力，但就该项测试的准确性而言有点夸大其词了。”面对几十年来从未有过的严峻形势，新冠肺炎在全球范围内的传播是人类共同面临的一场挑战，能否打赢这场疫情攻坚战，背后代表的是全人类的健康事业。我们应该对不断有新的技术、新的疗法、新的药物可用于新冠肺炎诊断及治疗而感到欢欣鼓舞，也应理解任何一种技术和科研成果在真正服务于人类健康事业之前，都必须经过严谨、客观且科学的临床试验考量，唯其如此才能真正做到为人类健康以及生活质量的提高造福。参考文献
[1]STAT《Scientists tap CRISPR’s search-and-detect skills to create a rapid Covid-19 test》https://www.statnews.com/2020/04/16/coronavirus-test-crispr-mammoth-biosciences/[2]华联科生物：CRISPR科普https://www.jianshu.com/p/00186cdaae2a[3] Lin L, Luo Y. Tracking CRISPR's Footprints. Methods Mol Biol. 2019;1961:13–28.[4]卞姝晨,杨卓轩. CRISPR/Cas9技术在基因治疗中的应用及其优化方案初探[J]. 黑龙江科学,2019,04:14-16.[5] Gupta D, Bhattacharjee O, Mandal D, et al. CRISPR-Cas9 system: A new-fangled dawn in gene editing. Life Sci. 2019;232:116636. doi:10.1016/j.lfs.2019.116636
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